你知道核酸電泳實驗問題有哪些嗎？該如何解決呢？讓我們一起來看看吧！

一、無條帶或幾乎看不到條帶

原因：

1.上樣染料掩蓋目標條帶；

2.凝膠超限運行；

3.電極反接；

4.染色敏感度低；

5.光源錯誤。

解決方法：

1.檢查電泳中使用的加載染料的表觀遷移大小。因為染料可能會掩蓋和隱藏目標條帶，特別是在樣品量低的情況下。

2.監(jiān)測加載染料的運行時間和遷移，以避免將較小的樣品分子從凝膠上運走。

3.確保將電極正確連接至電源。設置水平凝膠時，凝膠孔應與負極位于同一側。

4.檢查制造商提供的用于檢測核酸的熒光染色劑的靈敏度。

增加染色劑用量和/或延長染色時間，使單鏈核酸顯色?；蛘撸紤]對單鏈分子 具有 更高親和力的du特染色，以提高檢測的特異性和靈敏度。

對于較厚或高百分比凝膠，應延長染色時間，以確保熒光染色劑充分滲透。

5.如果使用熒光染料進行染色，請檢查其激發(fā)波長以確保使用的光源對刺激染料進行可視化來說是最佳的。

二、條帶拖尾或擴散（模糊）

原因：

1.上樣孔形成不佳；

2.樣品超載；

3.樣品溶于高鹽緩沖液；

4.樣品含有大量蛋白質。

解決方法：

1.灌注凝膠前，應適當清潔凝膠梳。

不可將凝膠槽填充過滿，否則會導致上樣孔連接。

移除凝膠梳之前，應預留足夠的上樣孔形成時間。

2. 在凝膠電泳中，不可使用過量樣品；每1毫米的凝膠孔寬度通常推薦0.1–0.2 μg的樣品用量。而拖尾、彎曲或U形條帶以及融合條帶均是過載凝膠的常見表現(xiàn)。

3. 檢查加載緩沖液的鹽濃度是否與選定的凝膠兼容。如有需要，可稀釋上樣緩沖液。

4. 存在于樣品中的蛋白質可能會干擾凝膠中的樣品遷移率。通過純化樣品來去除蛋白質，或者通過在裝有SDS的加載染料中制備樣品并在加載之前加熱來分離/變性蛋白質。

三、條帶分離不佳

原因：

1. 未選擇最佳的凝膠類型

2. 凝膠類型錯誤

3. 電壓過低或過高

4. 電泳時間過短或過長

解決方法：

1. 選擇更適合分離樣品的凝膠類型。推薦使用聚丙烯酰胺凝膠來解析核苷酸<1,000 bp。

2. 對于單鏈核酸（例如RNA）的電泳，制備用于有效分離的變性凝膠。對于雙鏈DNA的電泳，應避免使用變性凝膠，以保護雙鏈結構。

3. 施加電壓為建議的核酸的大小范圍和使用的運行緩沖液。電壓過低或過高，都無法實現(xiàn)最佳的核酸分離。

4. 足夠長的運行凝膠以確保充分分離條帶。但電泳時間不宜過長，否則會導致過度加熱、樣品變性和條帶擴散。

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